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植物ストレス測定とは、植物の健康に対する環境の影響を定量化することです。植物が理想的とは言えない生育条件にさらされると、ストレスを受けているとみなされます。ストレス要因は、成長、生存、作物の収量に影響を与える可能性があります。植物ストレス研究では、主要な非生物的要因（光、温度、水、栄養素）の制限や過剰、および特定の状況で重要なその他のストレス要因（害虫、病原体、汚染物質など）に対する植物の反応を調べます。植物ストレス測定は通常、生きた植物から測定を行うことに重点を置いています。植物の活力を視覚的に評価することもありますが、近年では、植物内の特定のプロセス（特に光合成、植物細胞シグナル伝達、植物二次代謝）の反応を明らかにする機器やプロトコルの使用に重点が移ってきています。
生きた植物から測定を行うには、専用の機器を使用する。最も一般的に使用される機器としては、光合成（クロロフィル含有量、クロロフィル蛍光、ガス交換）や水分利用（ポロメーター、圧力ボンベ）に関連するパラメータを測定するものがある。これらの汎用機器に加えて、研究者は、研究対象となる特定のストレス反応に合わせて、独自の機器を設計または改良することもよくある。
光合成システムでは、光合成を測定するために赤外線ガス分析器（IRGA）を使用します。葉室内の CO 2 濃度の変化を測定して、葉または植物全体の炭素同化値を提供します。研究により、光合成速度は植物によって同化される炭素量に直接関係することが示されています。葉室に入る前の空気中の CO 2 を測定し、葉室から出た後の空気中の CO 2 の測定値と比較することで、実証済みの方程式を使用してこの値が得られます。これらのシステムでは、葉室内の H 2 O の変化を測定するために、IRGA または固体湿度センサーも使用します。これは、葉の蒸散を測定し、CO 2測定値を補正するために行われます。CO 2と H 2 Oの光吸収スペクトルは多少重なるため、信頼性の高い CO 2測定結果を得るには補正が必要です。[ 2 ]ほとんどの植物ストレス測定の重要な測定値は、「A」または炭素同化速度で指定されます。植物がストレスを受けているときは、炭素の同化が少なくなります。[ 3 ] CO 2 IRGAは、CO 2を約±1μmolまたは1ppmまで測定できます。
これらのシステムは、ストレスを受けた植物に見られるような低速度での炭素同化と蒸散の測定に効果的であるため、[ 4 ]他のタイプの機器と比較するための標準としてよく使用されます。[ 5 ]光合成測定器には、野外携帯型と実験室型があります。また、周囲の環境条件を測定するように設計されており、一部のシステムでは測定チャンバーの可変微気候制御が提供されています。微気候制御システムにより、測定チャンバーの温度、 CO2レベル、光レベル、湿度レベルを調整して、より詳細な調査を行うことができます。
これらのシステムと蛍光光度計を組み合わせると、特定の種類のストレスに対して特に効果的であり、例えば寒冷ストレスや干ばつストレスの研究において診断に役立つ可能性がある。[ 6 ] [ 3 ] [ 7 ]
植物の葉から放出されるクロロフィル蛍光は、葉内の光合成系の状態を把握するのに役立ちます。クロロフィル蛍光計は、光化学系IIの可変蛍光を測定するように設計されています。この可変蛍光は、植物のストレスレベルを測定するために使用できます。最も一般的に使用されているプロトコルには、光照射下（ΔF/Fm'）と暗順応状態（Fv/Fm）の両方における光化学系IIの光合成効率を測定することを目的としたものがあります。クロロフィル蛍光計は、光合成測定システムよりも安価で、測定時間も短く、持ち運びにも便利です。これらの理由から、クロロフィル蛍光計は、植物のストレスを現場で測定するための最も重要なツールの1つとなっています。
クロロフィル蛍光パラメーターは、干ばつ、塩分、熱、寒さ、洪水などの非生物的ストレスに対する植物の耐性をスクリーニングするためにも使用されます。特に、また、光化学系IIの実効量子収率は、目に見える損傷が現れる前にストレスによって光化学系IIの光化学効率が低下したかどうかを示すことができる。[ 8 ] [ 9 ]
Fv/Fmは、暗順応状態における植物ストレスが光化学系IIに影響を与えるかどうかをテストします。Fv/Fmは、世界で最も広く使用されているクロロフィル蛍光測定パラメータです。「現在、蛍光測定の大部分は、葉を既知の状態に保った状態で変調蛍光光度計を使用して行われています。」(Neil Baker 2004) [ 6 ] [ 10 ]
葉に吸収された光は、3 つの競合する経路をたどります。光化学反応で利用されて光合成に使われる ATP と NADPH が生成されるか、蛍光として再放出されるか、熱として散逸されます。[ 3 ] Fv/Fm テストは、光エネルギーの最大量が蛍光経路を通るように設計されています。暗順応した葉の光合成前の蛍光状態 (最小蛍光、Fo と呼ばれる) と最大蛍光 (Fm と呼ばれる) を比較します。最大蛍光では、飽和光源によって反応中心の最大数が減少または閉じられています。一般的に、植物のストレスが大きいほど、開いている反応中心が少なくなり、Fv/Fm 比は低下します。Fv/Fm は、多くの種類の植物のストレスに有効な測定プロトコルです。[ 11 ] [ 12 ] [ 3 ]
Fv/Fm測定では、暗順応後、変調光源を用いて最小蛍光を測定します。これは、光合成を駆動するには低すぎる変調光強度を用いてアンテナ蛍光を測定するものです。次に、限られた時間で強い光フラッシュ、または飽和パルスを用いてサンプルを照射し、利用可能なすべての反応中心を閉じます。利用可能なすべての反応中心が閉じられた状態、または化学的に還元された状態で、最大蛍光を測定します。最大蛍光と最小蛍光の差がFv、すなわち可変蛍光です。Fv/Fmは、可変蛍光を最大蛍光で割ることによって作成される正規化比です。これは、すべての反応中心が開いている場合の光化学系IIの最大潜在量子効率を表す測定比です。0.79～0.84の範囲のFv/Fm値は、多くの植物種にとってほぼ最適な値であり、値が低い場合は植物のストレスを示します（Maxwell K.、Johnson GN 2000）、（Kitajima and Butler、1975）。[ 13 ] Fv/Fm は通常数秒で終わる高速テストです。これは 1975 年頃に北島とバトラーによって開発されました。暗順応時間は約 15 分から一晩まで様々です。一部の研究者は夜明け前の値のみを使用します。[ 11 ] [ 3 ]
米では、光化学系IIの洪水および水没ストレスに対する応答を評価するために使用されてきた。異なる水没生存戦略を持つ遺伝子型を比較した研究では、クロロフィル蛍光が水没中および再通気後の光合成能力の変化を特徴づけるのに役立つことが示されている。 [ 14 ]
Y(II)は、1989年と1990年に最初の論文が発表されたBernard Gentyによって開発された測定プロトコルです。[ 15 ] [ 16 ]これは、定常状態の光合成照明条件下で植物が光合成プロセスを行っている間に植物のストレスを測定できる光順応テストです。Fv/Fmと同様に、Y(II)は植物効率の測定比を表しますが、この場合は、定常状態の光合成照明条件下で光化学系IIによって光化学で使用されるエネルギー量を示します。ほとんどのタイプの植物ストレスでは、Y(II)はC4植物の植物炭素同化と直線的に相関します。C3植物では、ほとんどのタイプの植物ストレスは炭素同化と曲線的に相関します。MaxwellとJohnsonによると、特定の光レベルで植物が定常状態の光合成に達するには15分から20分かかります。野外では、日当たりの良い場所にあり、樹冠の下や部分的に曇っているような状況ではない植物は、定常状態にあるとみなされます。この試験では、光照射レベルと葉温を制御または測定する必要があります。なぜなら、Y(II) パラメータのレベルはほとんどの種類の植物ストレスによって変化するだけでなく、光レベルと温度によっても変化するからです。[ 15 ] [ 16 ] Y(II) の値は、光レベルが低い場合の方が高い場合よりも高くなります。Y(II) の利点は、Fv/Fm よりも多くの種類の植物ストレスに対して感度が高いことです。
ETR、すなわち電子伝達速度も、光順応パラメータであり、ETR = Y(II) × PAR × 0.84 × 0.5 という式で Y(II) に直接関係します。Y(II) に PAR 範囲 (400 nm ～ 700 nm) の照射光レベル (μmol) を掛け、葉によって吸収される光の平均比率 0.84 を掛け、PSII 反応中心とPSI反応中心の平均比率 0.50 を掛けることで、相対 ETR 測定が実現されます。[ 5 ] [ 17 ] [ 18 ] [ 19 ]
相対ETR値は、比較対象の植物が類似した光吸収特性を持っている限り、ある植物と別の植物を比較する際のストレス測定に有用です。[ 3 ]葉の吸収特性は、水分含有量、年齢、その他の要因によって変化する可能性があります。[ 3 ]吸収の違いが問題となる場合は、積分球を使用して吸収を測定できます。[ 12 ]より正確なETR値を得るには、葉の吸収値とPSII反応中心とPSI反応中心の比率を式に含めることができます。葉の吸収比率の違いが問題となる場合、または望ましくない変数である場合は、ETRの代わりにY(II)を使用するのが最善の選択かもしれません。CO2分子が同化されるか、O2分子が発生するごとに4つの電子が輸送される必要があり、特にC3植物では、光呼吸、環状電子伝達、硝酸還元を促進する条件下でガス交換測定との差異が生じる可能性があります。 [ 6 ] [ 3 ] [ 20 ]
消光測定は、従来、光ストレスや熱ストレスの測定に用いられてきた。さらに、植物の光防御機構、状態遷移、光阻害、植物における光エネルギー分布の研究にも用いられている。
湖モデルのパラメータは、2004 年に Dave Kramer によって提供されました。[ 21 ]それ以来、Luke Hendrickson は、水たまりモデルから湖モデルにパラメータ NPQ を復活させることを可能にする簡略化された湖モデルパラメータを提供しました。[ 22 ] [ 23 ]
OJIP または OJIDP は、植物のストレス測定に使用される暗順応クロロフィル蛍光技術です。高時間分解能スケールを使用すると、最小蛍光から最大蛍光への上昇には、OJID および P の命名法で示される中間ピークとディップがあることがわかっています。長年にわたり、上昇、時間スケール、ピーク、ディップの意味について複数の理論がありました。さらに、この情報を植物のストレス試験にどのように使用すべきかについては、複数の学派があります (Strasser 2004)、(Vredenburg 2004、2009、2011)。[ 3 ] [ 24 ] [25] [ 26 ] [ 27 ] Fv/Fm や他のプロトコルと同様に、研究によると、OJIPは、植物のストレスの種類によって効果が異なることがわかっています。
これらは、2つの波長で葉を透過する光を利用して、葉の緑色度と厚さを測定する装置です。赤外線領域の透過は葉の厚さに関連する測定値を提供し、赤色光領域の波長は緑色度を測定するために使用されます。2つの波長の透過率の比率は、CCIまたはSPAD指数と呼ばれるクロロフィル含有量指数を提供します。[ 28 ] [ 29 ] CCIは線形スケールであり、SPADは対数スケールです。[ 28 ] [ 29 ]これらの装置とスケールは、非常に高いレベルを除いて、クロロフィル含有量のクロロフィル化学テストと相関することが示されています。[ 28 ] [ 29 ]
クロロフィル含有量計は、窒素ストレスや硫黄ストレスを含む、植物の栄養ストレス測定によく使用されます。研究により、クロロフィル含有量計は正しく使用すれば窒素管理作業に信頼できることが示されているため、比較的安価であることから、作物肥料管理の機器としてよく選ばれています。 [ 30 ] [ 31 ]研究では、十分に施肥された植物と試験植物を比較することで、試験植物のクロロフィル含有量指数を十分に施肥された植物のクロロフィル含有量指数で割った比率が、施肥を行うべき時期と施肥量を示す比率となることが実証されています。圃場間および圃場内の差異があるため、特定の圃場、場合によっては同じ圃場の異なるエリアで十分に施肥された作物群を施肥基準として使用するのが一般的です。これまでの研究では、平均値を得るために、試験作物と十分に施肥された作物で10回または30回の測定を行っています。トウモロコシと小麦に関する研究が行われています。ある論文では、比率が95%を下回ったら施肥の時期だと示唆している。肥料の量も推奨されている。[ 30 ] [ 31 ]
作物コンサルタントもこれらのツールを肥料の推奨に使用します。ただし、厳密な科学的プロトコルは時間と費用がかかるため、コンサルタントは低地にある十分に施肥された植物を標準的な十分に施肥された植物として使用することがあります。また、通常は測定回数も少なくなります。このアプローチの根拠は、作物コンサルタントとの逸話的な議論です。クロロフィル含有量計は、使用可能なレベルで窒素と硫黄の両方のストレスに敏感です。クロロフィル蛍光計は、使用可能なレベルで窒素ストレスを測定するために、高レベルのアクチニック光と窒素ストレスを組み合わせた特別なアッセイが必要です。[ 32 ]さらに、クロロフィル蛍光計は、飢餓レベルでのみ硫黄ストレスを検出します。[ 12 ] [ 3 ]最良の結果を得るには、水分不足がないときにクロロフィル含有量の測定を行う必要があります。光合成システムは、窒素と硫黄の両方のストレスを検出します。
